Перспективные бактерии-продуценты биологически активных веществ для сельского хозяйства и пищевой промышленности

Цель. Изучение биотехнологического потенциала штаммов коллекции компании «БИОТРОФ» с использованием полногеномного NGS-секвенирования. Материал и методы. Был проанализирован геном 6 бактериальных штаммов родов Bacillus, Lactobacillus и Streptococcus из коллекции ООО «БИОТРОФ» (г. Санкт-Петербург). Биоинформатический анализ данных включал обработку в программных комплексах инструментов и базах данных RAST, KEGG Pathway, antiSMASH 6.0, Norine, CAZy, PHASTER, VirulenceFinder и ResFinder. Результаты. Проведенный анализ показал, что исследуемые штаммы имели гены, ассоциированные с синтезом большого числа антимикробных веществ различной природы и спектра действия, ферментов, витаминов, аминокислот, генов устойчивости к агрессивным факторам внешней среды и другими свойствами, обуславливающими высокий потенциал их применения в различных отраслях. Использование штаммов рода Bacillus и Enterococcus может оказаться более предпочтительным для производства биопрепаратов для растениеводства (стимуляция роста и защита растений, биоремедиация) и животноводства (регуляция микробиома ЖКТ, повышение иммунитета, детоксикация, повышение доступности питательных веществ) из-за большего спектра генов, связанных с адаптацией, ферментативной активностью, антимикробной защитой, синтезом витаминов и аминокислот. Lactobacillus plantarum 600, Bacillus subtilis 111, Bacillus mucilaginosus 159 в составе генома имеют детерминанты осмотолерантности и синтеза антимикробных соединений, что обуславливает их потенциал в качестве консервантов для кормов, а Streptococcus thermophilus L - гены синтеза экзополисахаридов, необходимых для производства кисломолочной продукции. В геноме всех исследуемых штаммов отсутствовали элементы, способствующие формированию токсичных и вирулентных свойств штаммов. Заключение. Установлен высокий потенциал исследованных штаммов для использования в растениеводстве, животноводстве и пищевой промышленности.

биопрепарат, бактериальные штаммы, коллекция биотехнологических штаммов, полногеномное секвенирование, метаболический потенциал

1. Seo J.K., Kim M., Kim S. Ha Direct-fed Microbials for Ruminant Animals Asian-Aust. J Anim Sci. 2010; 23 (12): 1657-1667. doi: 10.5713/ajas.2010.r.08.

2. Tarakanov B.V., Nikolicheva T.A., Aleshin V.V. Probiotics. Achievements and prospects of use in animal husbandry. Past, present and future of zootechnical science. 2004; 62: 69-73. (in Russ.)@@ Тараканов Б.В., Николичева Т.А., Алешин В.В. Пробиотики. Достижения и перспективы использования в животноводстве. Прошлое, настоящее и будущее зоотехнической науки. 2004;(62):69-73.

3. Tikhonovich I.A. Kozhemyakov A.P., Chebotar V.K. Biopharmaceuticals in agriculture. Methodology and practice of application of microorganisms in plant breeding and fodder production. - M.: Rosselkhozakademiya, 2005. (in Russ.)@@ Тихонович И.А. Кожемяков А.П., Чеботарь В.К. Биопрепараты в сельском хозяйстве. Методология и практика применения микроорганизмов в растениеводстве и кормопроизводстве. - М.: Россельхозакадемия, 2005.

4. Lefevre M., Racedo S.M., Ripert G., Housez B. et al. Probiotic strain Bacillus subtilis CU1 stimulates immune system of elderly during common infectious disease period: a randomized, doubleblind placebo-controlled study. Immun. Ageing. 2015; V.12 (1): 24. doi: 10.1186/s12979-015-0051-y.

5. Kapsea N.G., Engineera A.S., Gowdamana V. et al. Functional annotation of the genome unravels probiotic potential of Bacillus coagulans HS243. Genomics. 2018; 111 (4): 921-929. doi: 10.1016/j.ygeno.2018.05.022.

6. Sulthana A. Lakshmi S.G., Madempudi R.S. Genome Sequencing and Annotation of Bacillus subtilis UBBS-14 to Ensure Probiotic Safety. J. Genomics. 2019; 29 (7):14-17. doi: 10.7150/jgen.31170.

7. Andrews S. FastQC: a quality control tool for high throughput sequence data [Electronic resource]. 2010. http://www.bioinformatics.babraham.ac.uk/projects/fastqc (Accessed: 25.09.2023)

8. Bolger A.M., Lohse M., Usadel B. Trimmomatic: a flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinformatics. 2014; 30 (15): 2114-2120. doi: 10.1093/bioinformatics/btu170.

9. Nurk S., Bankevich A., Antipov D. et al. Assembling genomes and mini-metagenomes from highly chimeric reads. Research in Computational Molecular Biology: 17th Annual International Conference. Beijing, China: Springer Berlin Heidelberg. 2013. 7821: 158-170.

10. Aziz R.K., Bartels D., Best A.A., DeJongh M. et al. The RAST Server: rapid annotations using subsystems technology. BMC genomics. 2008. 9 (75): 1-15. doi: 10.1186/1471-2164-9-75.

11. Blin K., Shaw S., Kloosterman A.M., Charlop-Powers Z. et al. antiSMASH 6.0: improving cluster detection and comparison capabilities. Nucleic acids research. 2021; 49 (W1): W29-W35. doi: 10.1093/nar/gkab335.

12. Flissi A., Dufresne Y., Michalik J., Tonon L. Norine, the knowledgebase dedicated to non-ribosomal peptides, is now open to crowdsourcing. Nucleic acids research. 2015; 44 (D1): D1113-D1118. doi: 10.1093/nar/gkv1143.

13. Arndt D., Grant J.R., Marcu A., Sajed T. et al. PHASTER: a better, faster version of the PHAST phage search tool. Nucleic acids research. 2016; 44 9 (W1): W16-W21. doi: 10.1093/nar/gkw387.

14. Kleinheinz K.A., Joensen K.G., Larsen M. Applying the ResFinder and VirulenceFinder web-services for easy identification of acquired antibiotic resistance and E. coli virulence genes in bacteriophage and prophage nucleotide sequences. Bacteriophage. 2014; 4 (2): e27943. doi: 10.4161/bact.27943.

15. Bortolaia V., Kaas R.S., Ruppe E. et al. ResFinder 4.0 for predictions of phenotypes from genotypes. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 2020; 75 (12): 3491-3500. doi: 10.1093/jac/dkaa345.

16. Sorokulova I. Modern status and perspectives of Bacillus bacteria as probiotics. Prob. Health. 2013; 1 (4): 1-5. doi: 10.4172/2329-8901.1000e106.

17. Milner J.L., Silo-Suh L., Lee J.C. et al. Production of kanosamine by Bacillus cereus UW85. Applied and Environmental Microbiology. 1996; 62(8): 3061-3065. doi: 10.1128/aem.62.8.3061-3065.1996.

18. Vetter N.D., Langill D.M., Anjum S., Boisvert-Martel J. et al. A previously unrecognized kanosamine biosynthesis pathway in Bacillus subtilis. Journal of the American Chemical Society. 2013; 135(16): 5970-5973. doi: 10.1021/ja4010255.

19. Ludwig A., von Rhein C., Bauer S., Hüttinger C. et al. Molecular analysis of cytolysin A (ClyA) in pathogenic Escherichia coli strains. Journal of Bacteriology. 2004; 186(16): 5311-5320. doi: 10.1128/JB.186.16.5311-5320.2004.

20. Murase K. Cytolysin A (ClyA): A bacterial virulence factor with potential applications in nanopore technology, vaccine development, and tumor therapy. Toxins (Basel). 2022; 14(2): 78. doi: 10.3390/toxins14020078.

21. Fu Y., Zhou L., Kuipers O.P. Discovery, biosynthesis, and characterization of a lanthipeptide from Bacillus subtilis EH11 with a unique lanthionine ring pattern. Cell Reports Physical Science. 2023; 4(8), 101524. doi: 10.1016/j.xcrp.2023.101524.

22. Nes I.F., Diep D.B., Holo H. Bacteriocin diversity in Streptococcus and Enterococcus. J. Bacteriol. 2007; 189 (4): 1189-98. doi: 10.1128/JB.01254-06.

23. Wei Y., Wang J., Liu Z. Pei J. et al. Isolation and Characterization of Bacteriocin-Producing Lacticaseibacillus rhamnosus XN2 from Yak Yoghurt and Its Bacteriocin. Molecules. 2022; 27(7): 2066. doi: 10.3390/molecules27072066.

24. Chuljerm H., Deeudom M., Fucharoen S., Mazzacuva F. et al. Characterization of two siderophores produced by Bacillus megaterium: A preliminary investigation into their potential as therapeutic agents. Biochim Biophys Acta Gen Subj. 2020; 1864(10): 129670. doi: 10.1016/j.bbagen.2020.129670.

25. Plowman J.E., Loehr T.M., Goldman S.J., Sanders-Loehr J. Structure and siderophore activity of ferric schizokinen. Journal of Inorganic Biochemistry. 1984; 20: 183-197.

26. Platonov A.V., Rassokhina I.I., Laptev G. Yu., Bolshakov V.N. Preparations use based on bacteria of the genus Bacillus to increase the yield of oats (Avena sativa L.). AGRIVITA Journal of Agricultural Science. 2023; 45(1): 48-55.

27. Khalil O.A.A., Omara M.A. Optimizing rapid pentachlorophenol biodegradation using response surface methodology. Bioremediation Journal. 2022. 27(1):1-20. doi: 10.1080/10889868.2022.2086528.

28. Wołejko E., Łozowicka B., Kaczyński P., Jankowska M. et al. The influence of effective microorganisms (EM) and yeast on the degradation of strobilurins and carboxamides in leafy vegetables monitored by LCMS/MS and health risk assessment. Environmental Monitoring and Assessment. 2016; 188: 1-14. doi: 10.1007/s10661-015-5022-4.

29. Yildirim E.A., Grozina A.A., Ilina L.A., Filippova V.A. et al. Gene expression in farm poultry under the influence of T-2 toxin and the use of biological preparations. Acta Biomedica Scientifica. 2022; 7(3): 180-189. doi: 10.29413/ABS.2022-7.3.19.

30. Tiurina D.G., Melikidi V.K., Okolelova T.M., Yyldyrym E.A. et al. Glyphosate in diets for poultry. Ptitsevodstvo. 2021; 3: 27-30. doi: 10.33845/0033-3239-2021-70-3-27-30.

31. Romero-Munar A., Aroca R., Zamarreño A.M., García-Mina J.M. et al. Dual Inoculation with Rhizophagus irregularis and Bacillus megaterium Improves Maize Tolerance to Combined Drought and High Temperature Stress by Enhancing Root Hydraulics, Photosynthesis and Hormonal Responses.International Journal of Molecular Sciences. 2023; 24 (6): 5193. doi: 10.3390/ijms24065193.

32. Bernardeau M., Lehtinen M.J., Forssten S.D., Nurminen P. Importance of the gastrointestinal life cycle of Bacillus for probiotic functionality. J. Food Sci. Technol. 2017; 54: 2570-2584. doi: 10.1007/s13197-017-2688-3.

33. Pobednov Yu. A., Kosolapov V.M. Biological bases of silage and haylage of grasses (review). Agricultural Biology. 2014; 2: 31-41. doi: 10.15389/agrobiology.2014.2.31eng. (in Russ.)@@ Победнов Ю.А., Косолапов В.М. Биологические основы силосования и сенажирования трав (обзор). Agricultural Biology. 2014; 2: 31-41. doi: 10.15389/agrobiology.2014.2.31eng.

34. Nau-Wagner G., Opper D., Rolbetzki A., Boch J. et al. Genetic control of osmoadaptive glycine betaine synthesis in Bacillus subtilis through the choline-sensing and glycine betaine-responsive GbsR repressor. J. Bacteriol. 2012; 194: 2703-2714. doi: 10.1128/JB.06642-11.

35. Sun Z., Chen X., Wang J. et al.Complete genome sequence of Streptococcus thermophilus strain ND03. J Bacteriol. 2011; 193 (3): 793-4. doi: 10.1128/JB.01374-10.

36. Duboc, P., Mollet B. Applications of exopolysaccharides in the dairy industry.Int. Dairy J. 200111: 759-768. doi: 10.1016/S0958-6946(01)00119-4.

37. Khan N., Bano A., Rahman M.A. et al.Comparative physiological and metabolic analysis reveals a complex mechanism involved in drought tolerance in chickpea (Cicer arietinum L.) induced by PGPR and PGRs. Scientific Reports. 2019; 9 (1): 2097. doi: 10.1038/s41598-019-38702-8.

38. Tewari S., Arora N.K. Role of salicylic acid from Pseudomonas aeruginosa PF23EPS+ ingrowth promotion of sunflower in saline soils infested with phytopathogen Macrophomina phaseolina. Environ. Sustain. 2018; 1: 49-59. doi: 10.1007/s42398-018-0002-6.

39. Majeed A., Muhammad Z., Ahmad H. Plant growth promoting bacteria: Role in soil improvement, abiotic and biotic stress management of crops. Plant Cell Rep. 2018, 37: 1599-1609. doi: 10.1007/s00299-018-2341-2.

40. Quan J., Zheng W., Tan J., Li Z. et al. Glutamic acid and poly-γ-glutamic acid enhanced the heat resistance of chinese cabbage (Brassica rapa L. ssp. pekinensis) by improving carotenoid biosynthesis, photosynthesis, and ROS signaling.International Journal of Molecular Sciences. 2022; 23 (19): 11671. doi: 10.3390/ijms231911671.