Экспрессия гена Sod1 в условиях экспериментальной этаноловой интоксикации и введения гепатопротекторных препаратов

Цель исследования заключалась в изучении влияния гепатопротекторных препаратов на экспрессию гена Sod1 у крыс с поражением печени этанолом.

Материалы и методы. В эксперименте использовали самцов беспородных белых крыс. Было сформировано пять групп животных по 14 особей в каждой. Крысам 1-й группы (контроль) вводили дистиллированную воду; 2-й группы — этанол; 3-й группы — этанол и гептор; 4-й группы — этанол и мексидол; 5-й группы — этанол и ОМУ. Препараты вводили за 1 час до введения этанола. Через 24 и 72 ч после введения этанола (по 7 особей) животных декапитировали и извлекали печень. Уровень экспрессии гена Sod1 оценивали при помощи ПЦР с обратной транскрипцией в реальном времени.

Результаты. Кратность экспрессии гена Sod1 в печени крыс через 24 ч практически не изменялась в ответ на введение животным этанола. Тенденция к незначительному снижению наблюдалась в отношении изменений экспрессии Sod1 при применении гептора и мексидола, тогда как под влиянием ОМУ уровень экспрессии умеренно возрастал. Через 72 ч воздействие этанола сопровождалось небольшим снижением кратности экспрессии гена Sod1. Аналогичная тенденция наблюдалась и в отношении изменений экспрессии Sod1 при применении гептора, мексидола и ОМУ.

Заключение. Полученные результаты свидетельствуют о том, что введение как этанола, так и профилактическое применение гепатопротекторных препаратов не приводило к существенным изменениям уровня экспрессии гена Sod1 в печени крыс. Необходимы дополнительные исследования, направленные на выявление механизмов регуляции антиоксидантной системы, а также поиск лекарственных средств, влияющих на транскрипционную активность генов.

1. Zhou Y., Zheng J., Li S., et al. Alcoholic Beverage Consumption and Chronic Diseases. Int. J. Environ. Res. Public Health. 2016;13(6):522. doi: 10.3390/ijerph13060522.

2. Полунина Т. Е. Алкогольные поражения печени. Фарматека. 2019;26(2):106-114. doi: 10.18565/pharmateca.2019.2.106-114.

3. Kubiak-Tomaszewska G., Tomaszewski P., Pachecka J., et al. Molecular mechanisms of ethanol biotransformation: enzymes of oxidative and nonoxidative metabolic pathways in human. Xenobiotica. 2020;50(10):1180-1201. doi: 10.1080/00498254.2020.1761571.

4. Голованова Е. В. Опыт применения отечественного гепатопротектора Гептор (адеметионин) у больных алкогольной болезнью печени. Фарматека. 2010;12:82-87.

5. Пожилова Е. В., Новиков В. Е., Новикова А. В. Фармакодинамика и клиническое применение препаратов на основе гидроксипиридина. Вестник Смоленской государственной медицинской академии. 2013;12(3):56-66.

6. Мышкин В. А., Репина Э. Ф., Хуснутдинова Н. Ю. и соавт. Антитоксическая активность пиримидинов (структура - активность). Медицина труда и экология человека. 2018;4:117-123.

7. Kawamata H., Manfredi G. Import, maturation, and function of SOD1 and its copper chaperone CCS in the mitochondrial intermembrane space. Antioxid. Redox Signal. 2010;13(9):1375-84. doi: 10.1089/ars.2010.3212.

8. Fukai T., Folz R. J., Landmesser U., Harrison D. G. Extracellular superoxide dismutase and cardiovascular disease. Cardiovasc. Res. 2002;55(2):239-49. doi: 10.1016/s0008-6363(02)00328-0.

9. Wang Y., Branicky R., Noe A., Hekimi S. Superoxide dismutases: Dual roles in controlling ROS damage and regulating ROS signaling. J. Cell Biol. 2018;217(6):1915-1928. doi: 10.1083/jcb.201708007.

10. Inoue M., Sato E. F., Nishikawa M., et al. Mitochondrial generation of reactive oxygen species and its role in aerobic life. Curr. Med. Chem. 2003;10(23):2495-505. doi: 10.2174/0929867033456477.

11. Lamas-Paz A., Hao F., Nelson L. J., et al. Alcoholic liver disease: Utility of animal models. World J. Gastroenterol. 2018;24(45):5063-5075. doi: 10.3748/wjg.v24.i45.5063.

12. Yang S.C., Huang C. C., Chu J. S., Chen J. R. Effects of beta-carotene on cell viability and antioxidant status of hepatocytes from chronically ethanol-fed rats. Br J Nutr. 2004;92(2):209-15. doi: 10.1079/BJN20041190.

13. Samuhasaneeto S., Thong-Ngam D., Kulaputana O., et al. Curcumin decreased oxidative stress, inhibited NF-kappaB activation, and improved liver pathology in ethanol-induced liver injury in rats. J Biomed Biotechnol. 2009;2009:981963. doi: 10.1155/2009/981963.

14. Farbiszewski R., Chwiecko M., Holownia A., Pawlow-ska D. The decrease of superoxide dismutase activity and depletion of sulfhydryl compounds in ethanol-induced liver injury. Drug Alcohol Depend. 1991;28(3):291-4. doi: 10.1016/0376-8716(91)90063-5.

15. Polavarapu R., Spitz D. R., Sim J. E., et al. Increased lipid peroxidation and impaired antioxidant enzyme function is associated with pathological liver injury in experimental alcoholic liver disease in rats fed diets high in corn oil and fish oil. Hepatology. 1998;27(5):1317-23. doi: 10.1002/hep.510270518.

16. Zhao M., Matter K., Laissue J. A., Zimmermann A. Copper/zinc and manganese superoxide dismutases in alcoholic liver disease: immunohistochemical quantitation. Histol. Histopathol. 1996;11(4):899-907.

17. Kessova I.G., Ho Y. S., Thung S., Cederbaum A. I. Alcohol-induced liver injury in mice lacking Cu, Zn-superoxide dismutase. Hepatology. 2003;38(5):1136-45. doi: 10.1053/jhep.2003.50450.

18. Wheeler M.D., Kono H., Yin M., et al. Delivery of the Cu/Zn-superoxide dismutase gene with adenovirus reduces early alcohol-induced liver injury in rats. Gastroenterology. 2001;120(5):1241-50. doi: 10.1053/gast.2001.23253.

19. Espinosa-Diez C., Miguel V., Mennerich D., et al. Antioxidant responses and cellular adjustments to oxidative stress. Redox Biol. 2015;6:183-197. doi: 10.1016/j.redox.2015.07.008.